Óxido Nítrico y su papel en las respuestas de las plantas al estrés hídrico

RESEÑA BIBLIOGRÁFICA

Óxido Nítrico y su papel en las respuestas de las plantas al estrés hídrico

 

Nitric oxide and its role in plant responses to water stress

 

 

Yamile Vidal Aguiar,I Akira Pérez Márquez,I Dr.C. Loiret Fernández GarcíaII

IInstituto Nacional de Ciencias Agrícolas (INCA), gaveta postal 1, San José de las Lajas, Mayabeque, Cuba, CP 32700.
IIFacultad Biología, Universidad de La Habana.

 

 


RESUMEN

El déficit hídrico constituye en la actualidad el estrés abiótico de mayor incidencia en el crecimiento y productividad de los cultivos. Numerosos reportes afirman que el óxido nítrico (NO) es una molécula señal involucrada en los mecanismos de respuestas ante esta condición de estrés. Mediante la aplicación de compuestos donadores de NO se han obtenido evidencias experimentales que apoyan estas funciones para el NO, pero poco se sabe acerca de la producción natural de NO en respuesta al estrés por sequía y su implicación para la planta. Asímismo, el mecanismo por el cual dicha molécula ejerce sus efectos y las dianas moleculares del NO en plantas sometidas a déficit hídrico aún no han sido descritas. Adicionalmente varios datos indican que el cierre de los estomas se efectúa a través de la señalización intracelular, en cual el NO es un componente. Por lo tanto, estos datos sugieren un nuevo modelo en la respuesta de la planta al estrés hídrico en la cual el NO debe ser incluido.

Palabras clave: crecimiento, estoma, estrés, productividad.


ABSTRACT

Water deficit is currently the abiotic stress with highest incidence on growth and crop productivity. Numerous reports affirm that nitric oxide (NO) is a signaling molecule involved in mechanisms of response to this stress condition. Through the application of NO donor compounds have been obtained experimental evidence in support these functions for NO, but it´s little known about the natural production of NO in response to drought stress and its implication for the plant. Likewise, the mechanism by which this molecule exerts its effects and the molecular targets of NO in plants under water stress have not yet been described. Additionally various data indicate that stomatal closure is effected through intracellular signaling in which NO is a component too. Thus, these data suggest an emerging model of drought stress response in which NO has been included.

Key words: growth, stoma, stress, productivity.


 

 

INTRODUCCIÓN

El déficit hídrico es el estrés abiótico de mayor incidencia en el crecimiento de las plantas (1, 2). Durante los últimos años, los cambios globales en las condiciones climáticas han propiciado la intensificación y la prolongación de la sequía (1, 3).

Este tipo de estrés ocurre en las plantas cuando la pérdida de agua por transpiración excede la capacidad de absorción por las raíces, resultando en deshidratación celular, con el consecuente daño en las células, lo que puede desencadenar la muerte celular.

A nivel celular el déficit hídrico induce una sobreproducción de especies reactivas del oxígeno (ROS, por sus siglas en inglés Reactive Oxygen Species), las cuales son las responsables del daño oxidativo a biomoléculas asociado con este tipo de estrés. Normalmente las plantas responden a esta condición modificando la expresión génica, relacionada con la producción de enzimas claves en síntesis de osmólitos, proteínas con función protectora, enzimas antioxidantes, factores de transcripción y otras proteínas involucradas en las respuestas al estrés hídrico (4). La mayoría de estas respuestas están reguladas por el ácido abscísico (ABA), aunque también se han descrito vías de regulación independientes de esta hormona (5).

Bajo estas condiciones, uno de los mecanismos de defensa más importantes es el cierre estomático inducido por la redistribución y síntesis de ABA. Entre las moléculas que participan en la señalización mediada por ABA, el óxido nítrico (NO) es un importante intermediario.

El requerimiento de NO endógeno durante el cierre estomático inducido por esta hormona ha sido demostrado mediante el empleo de herramientas genéticas y bioquímicas (6).

Reportes recientes implican, además, la participación del NO y otras especies reactivas del nitrógeno como mecanismos de respuestas sistémicas de las plantas al déficit hídrico. Sin embargo, la información disponible del metabolismo de NO en plantas sometidas a déficit hídrico es limitada y aún cuando las investigaciones sobre el papel de esta molécula en numerosas respuestas fisiológicas ha aumentado en los últimos años, las fuentes de producción así como los mecanismos moleculares mediante los cuales el NO ejerce su respuesta, son todavía poco conocidos, por lo que es objeto de estudio de numerosos laboratorios en todo el mundo.

El objetivo de este artículo es mostrar información actualizada sobre los mecanismos de acción del NO así como las vías involucradas en su producción y el papel de esta molécula en la respuesta al déficit hídrico. Este es un tópico con importancia para esclarecer las bases moleculares, bioquímicas y fisiológicas, donde el NO constituye un intermediario que pudiera actuar de manera concertada con ROS en el mecanismo de respuesta de la planta ante esta condición y también para un uso práctico en la agricultura.

 

ESPECIES REACTIVAS DEL NITRÓGENO

El término de especies reactivas del nitrógeno (RNS, por sus siglas en inglés Reactive Nitrogen Species) se introdujo en la literatura para designar al NO y otras moléculas relacionadas con el NO, como por ejemplo los S-nitrosotioles (SNOs), S-nitrosoglutatión (GSNO), peroxinitrito y otros compuestos que poseen un rol relevante en múltiples procesos fisiológicos en células vegetales (7).

Evidencias experimentales en animales, demuestran la interacción del NO con diferentes biomoléculas como los lípidos (8), ácidos nucleicos (9) y proteínas, modificando sus funciones. Sin embargo, es esta última la más estudiada.

En plantas, numerosos reportes afirman que las RNS ejercen su señalización a través de modificaciones postraduccionales de proteínas específicas. En ese sentido el NO puede reaccionar con las proteínas de distintas formas; metales de transición presentes en la proteína dando complejos llamados metales nitrosilados (10), grupos sulfidrilos de residuos de cisteína mediante un proceso de S-nitrosilación (11) y por adición de un grupo nitro en residuos de tirosina mediado por un proceso de nitración (12, 13).

Una especial atención se ha dado al proceso de S-nitrosilación del tripéptido glutatión (GSH) para formar el S-nitrosoglutatión (GSNO) ya que esta molécula puede funcionar como reserva móvil del NO (14, 15) y puede regular el equilibrio entre GSNO y las proteínas nitrosiladas por un proceso de trasnitrosilación. En ese sentido la enzima GSNO reductasa parece ser un elemento clave porque cataliza la reducción de GSNO dependiente de nicotinamida adenina dinucleótido reducido (NADH) a glutatión oxidado (GSSG) y NH3. Por consiguiente, esta enzima controla el nivel de GSNO intracelular y como resultado los efectos de NO en las células (16, 17). En plantas la información disponible respecto al metabolismo de SNOs y RNS es todavía limitada comparada con los modelos animales.

 

SÍNTESIS DE NIO EN PLANTAS

En la pasada década el NO ha emergido como una importante molécula señal en plantas. La síntesis de este compuesto es un mecanismo bien establecido en animales, catalizado enzimáticamente por tres óxido nítrico sintasa (NOS), las cuales presentan diferentes localizaciones y funciones. Esta enzima convierte la L-Arginina a L-Citrulina y NO que requiere para su catálisis diversos cofactores enzimáticos (18).

Sin embargo, en plantas, la generación de NO es más controversial. Hasta la actualidad diversos sistemas generadores de NO, tanto enzimáticos como no-enzimáticos, han sido descritos.

En 1996 se reportó por primera vez la presencia de actividad NOS en raíces y nódulos de Lupinus albus mediante el empleo de Arginina marcada radioactivamente, así como de un inhibidor de la actividad NOS en animales NG-monometil-L-Arginina (NMMA) (19).

Adicionalmente dicha actividad ha sido descrita en otras especies como Nicotiana tabacum (20) y Zea mays (21), así como en diferentes compartimentos celulares como cloroplastos de Glycine max (22) y peroxisomas de Pisum sativum (23).

En el 2003 se identificó el gen AtNOS1 en Arabidopsis, el cual codificaba para una proteína que poseía actividad NOS y dicha actividad requería los mismos cofactores descritos en animales, pero el gen no presentaba homología de secuencia con ninguna de las isoformas descritas en mamíferos. De acuerdo con estos datos, los autores reportaron el descubrimiento de una NOS diferente a las descritas hasta el momento en la literatura, capaz de regular el crecimiento y la señalización hormonal en plantas (24). Sin embargo, estudios posteriores demostraron que la proteína recombinante AtNOS1 no exhibía actividad NOS (25) y que dicha proteína era en realidad una GTPasa que pudiera ser necesaria para la producción de NO in vivo (26).

A pesar de que varios autores plantean la presencia de dicha actividad en plantas, el gen que codifica para esta enzima aún no ha sido caracterizado y esto constituye uno de los puntos más controversiales en lo referente a esta enzima en plantas (25, 27).

Por su parte, la nitrato reductasa (NR) constituye una de las enzimas reportadas, capaz de producir NO en plantas, y a su vez reduce el nitrito a NO en una reacción dependiente de NAD(P)H (28, 29). En el 2002 se demostró que la generación de NO mediada por esta enzima es estimulada en condiciones de hipoxia y puede ser modulada por el estatus de fosforilación de la enzima (30). Estos datos sugieren que un potencial mecanismo regulatorio puede existir in vivo.

Una proteína unida a membrana plasmática, específica de raíces: nitrito-NO reductasa (NI-NOR) ha sido descrita como fuente de NO. Dicha enzima usa Citocromo c como un donador de electrones in vivo y cataliza la producción de NO a partir de nitrito. Sin embargo, ni su rol fisiológico ni el gen que codifica para esta enzima ha sido reportado hasta el momento (31).

La formación de NO a partir de reacciones no enzimáticas han sido referidas en plantas de Nicotiana tabacum a partir de la reducción mitocondrial de nitrito a NO (32) y dicha reacción es favorecida a pH ácido, donde el nitrito puede dismutar a NO (33). Por su parte la generación de NO in vivo por reacción de H2O2 y L-Arginina se reportó en el año 1997(34). Adicionalmente una reacción mediada por la luz, donde el nitrito es reducido por carotenoides ha sido también demostrado como fuente de producción de NO (35).

Estudios recientes demostraron que células vegetales libres de nitrato reductasa son capaces de formar NO a partir del suplemento exógeno de Hidroxilamina (36), una vía que ha sido caracterizada en bacterias y animales (37). Así mismo las poliaminas pueden inducir la producción de NO, pero el mecanismo bajo el cual ocurre esto todavía no ha sido descrito (38). Análisis futuros en este sentido podrían definir nuevas vías de señalización, teniendo en cuenta que las poliaminas están involucradas en los mecanismos de respuesta frente a condiciones de estrés (39).

 

PAPEL DEL NO EN EL ESTRÉS HÍDRICO

Muchos autores plantean que las plantas producen determinados niveles de NO en su ambiente natural (40) como una respuesta generalizada frente al estrés ambiental (41). Asimismo el rol protector de NO en plantas sometidas a estrés hídrico ha sido reportado por varios investigadores. Dos mecanismos interrelacionados por el cual el NO puede mitigar los efectos del estrés han sido descritos.

El NO puede funcionar como antioxidante, mediante la eliminación directa de ROS que son generadas en estas condiciones, con la consecuente formación de peroxinitrito o mediante la expresión de enzimas antioxidantes (42). Además, el NO puede actuar como molécula señalizadora permitiendo la expresión de genes involucrados en la respuesta de la planta al déficit hídrico y modificar la actividad de proteínas mediante modificaciones postraduccionales (43). Las propiedades químicas del NO (molécula pequeña, tiempo de vida medio corto, ausencia de carga y alta difusibilidad) sugieren que el NO pudiera funcionar como molécula señal en respuesta al estrés celular (44).

La mayoría de las investigaciones previas que estudian el efecto del NO y su papel en el estrés hídrico utilizan donadores químicos de NO, además compuestos que eliminan esta molécula o inhibidores de las enzimas envueltas en la producción de NO. Sin embargo, pocas son las publicaciones que han monitoreado la velocidad de producción de NO de forma natural y como respuesta al estrés hídrico.

Estudios anteriores han demostrado que el NO reduce la pérdida de agua en hojas de trigo y que dichos resultados están en correspondencia con una disminución en un 20 % de la tasa transpiratoria. Además, la exposición de la planta a SNP (Nitroprusiato de sodio, donador de NO) disminuye en un 25 % la pérdida de iones así como el daño celular y estos resultados son atribuidos a esta molécula porque incubación previa de SNP con compuestos eliminadores de NO revierten dichos efectos (45). Estos resultados sugieren que la aplicación exógena de NO puede conferir a las plantas un incremento en la tolerancia a las condiciones de estrés hídrico.

Publicaciones recientes han demostrado que el NO exógeno incrementa la tolerancia a la sequía en plantas de trigo (46). Dicho tratamiento aumenta el crecimiento de la plántula, manteniendo un elevado contenido de agua y disminuyendo el daño oxidativo por la producción de enzimas antioxidantes (47). Sin embargo, altas dosis de NO (2 mM SNP) aumentan el efecto del estrés como resultado de una sobreproducción de ROS y una ineficiencia en la capacidad de controlar las especies reactivas del oxígeno mediante la expresión de sistemas antioxidantes. Estos datos indican que la habilidad potencial del NO de eliminar el peróxido de hidrógeno es, en parte, debido a la inducción del mecanismo de defensa antioxidante (46).

Otros estudios en plantas de maíz sometidas a estrés hídrico mediante la aplicación del 10 % de polietilenglicol mostraron un rápido incremento de NO en células del mesófilo. La actividad NOS fue inducida bajo estas condiciones en fracciones citosólicas y microsomal, siendo en esta última más elevada. Pre-tratamientos con inhibidores de la actividad NOS y NR disminuyen la producción de NO sugiriendo que dicha molécula es producida por la acción sinérgica de estas dos enzimas en plantas de maíz expuestas a déficit hídrico. Junto con la expresión de NO se induce adicionalmente la actividad enzimática de la superóxido dismutasa, ascorbato peroxidasa y glutatión reductasa (48).

Por su parte, en plántulas de Cucumis sativus, ha sido descrito un ligero incremento en las síntesis de NO en la punta de las raíces y en la región próxima a la zona de elongación. Esta producción fue reducida por pre-tratamiento con inhibidores de NOS y NR. Aplicación exógena de NO (SNP y GSNO) indica una respuesta adaptativa de las raíces al estrés hídrico, encontrándose una correlación positiva entre los niveles de NO y el estatus hídrico de la planta (49). Estos resultados evidencian que el aumento de NO está estrechamente vinculado a los mecanismos por los cuales la planta logra disminuir los efectos provocados por el déficit hídrico.

A pesar de este efecto protector que representa la aplicación exógena de NO a concentraciones específicas de este compuesto, estudios recientes demuestran, que una sobreproducción de dicha molécula producida como respuesta fisiológica de las plantas al estrés hídrico en conjunto con un incremento en las ROS, puede mediar el daño a biomoléculas, siendo las modificaciones de proteínas las más estudiadas.

Estudios recientes demostraron que plantas de Lotus japonicus expuestas a estrés hídrico presentaron cambios significativos en los niveles de especies reactivas del oxígeno y nitrógeno. Dichos cambios se acompañaron de aumentos en la peroxidación lipídica y nitración de proteínas respectivamente, indicando que bajo estas condiciones el estrés hídrico provocó un estrés oxidativo y nitrosativo (50). Estos resultados sugieren que el aumento de los niveles de NO pueden tener múltiples funciones en el mecanismo de adaptación al estrés hídrico y las modificaciones de proteínas pudieran estar envueltas en mecanismos de señalización específicas mediadas por estas moléculas.

Estas dos familias de moléculas (ROS y RNS) pueden considerarse como moléculas señales endógenas envueltas en el mecanismo de respuesta de las plantas a condiciones de sequía, pero una sobreproducción de ambas pueden provocar un estrés nitro-oxidativo con consecuencias tóxicas para la planta.

La figura muestra un modelo del metabolismo del NO en células vegetales bajo estrés hídrico y su interacción con ROS. Bajo estas condiciones y en dependencia de su concentración el NO puede funcionar como antioxidante mediante la eliminación directa de ROS o por la expresión de enzimas antioxidantes, o puede estar involucrado en el cierre estomático por vías de señalización dependientes de ABA. Una sobreproducción de RNS y ROS pueden provocar la modificación de proteínas y peroxidación de lípidos respectivamente provocando, a su vez, un estrés nitro-oxidativo en plantas sometidas a estrés por sequía (51).

 

CIERRE ESTOMÁTICO DURANTE ESTRÉS HÍDRICO. PAPEL DE NO

El cierre estomático en respuesta al ABA es mediado por una red de señalización que envuelve vías dependientes e inactivadas por una serie de intermediarios que incluye el peróxido de hidrógeno (54, 55) y el NO (56).

El descubrimiento de que el NO es una molécula clave que media la respuesta por ABA en células oclusivas en plantas de guisante (57), ha sido confirmada en Vicia faba (58) y Arabidopsis (28). Se conoce que esta respuesta es dependiente del tiempo y de la concentración de NO y es mediada por un proceso completamente reversible (57). El empleo de sondas fluorescentes tal como el 4,5- diacetato de diaminofluoresceína (DAF-2DA) ha sido ampliamente reportada en la literatura para la detección de la producción de NO en tiempo real.

Incrementos en la fluorescencia de DAF-2DA fue observada en el citoplasma y alrededor de los cloroplastos de células oclusivas tratadas con ABA. Esta fluorescencia es específica para el NO, y cuando se empleó la sonda inactiva 4-diacetato de diaminofluoresceína (4AF-DA) no se observó incrementos en esta señal.

La aplicación exógena de 2-fenil-5,5-tetrametilimidazolina-1-oxil-3-óxido (PTIO) o 2-(4-carboxifenil)-4,4,5,5-tretametilimidazolina-1-oxil-3-óxido (cPTIO), compuestos que eliminan el NO, inhiben el cierre estomático inducido por esta hormona, demostrando el papel endógeno de dicha molécula en esta respuesta (45, 57, 58). Estos estudios demostraron que la síntesis de NO es esencial para el cierre estomático inducido por ABA en varias especies (28, 45, 57).

Para corroborar el papel de NO en el cierre estomático, varios estudios han empleado donadores exógenos de NO, como por ejemplo el uso de SNP. Mediante el uso de este compuesto se observó que el mismo induce el cierre estomático y reduce la transpiración en tres especies diferentes de plantas: Tradescantia sp. (monocotiledóneas) y dos dicotiledóneas (Vicia faba y Salpichroa organifolia) (45). Estos resultados han sido corroborados por otros autores en guisante y plantas de Arabidopsis (28, 57).

En el 2002 se demostró que el cierre de los estomas es dependiente de la síntesis de NO mediada por la NR en células oclusivas y que el tratamiento de estas células de Arabidopsis con nitrito induce la síntesis de NO y consecuentemente el cierre estomático (28). El empleo de tungstato, un inhibidor de la actividad de la NR inhibe la síntesis de NO inducida por nitrito y ABA (59). Adicionalmente el empleo de NG-nitro-L-Arginina metil éster(L-NAME, inhibidor de la actividad de NOS) no inhibe la síntesis de NO inducido por ABA o el cierre estomático en la epidermis de Arabidopsis (28). Todos estos datos sugieren que la NR actúa como fuente de NO inducida por ABA en células oclusivas de Arabidopsis.

En células epidérmicas del doble mutante nia1 nia2 (el cual exhibe menos del 0,5 % de la actividad de NR), ni ABA ni nitrito inducen el cierre estomático ni la síntesis de NO (28).

Curiosamente fue encontrado que las células oclusivas del mutante nia1/nia2 no responden a otros estímulos de cierre estomático como oscuridad, peróxido de hidrógeno y empleo de donadores de NO, demostrando un rol importante en la funcionalidad de este tipo de células (28). Estos resultados brindan evidencias genéticas del papel de la NR como fuente de NO durante el cierre estomático mediado por ABA en Arabidopsis.

Específicamente, de las dos isoformas de NR codificadas por los genes nia1 y nia2, el cierre estomático es altamente dependiente de la isoforma codificada por el gen nia1 (28).

Esta regulación mediada por NO puede ser por modulación del Ca 2+ en células oclusivas. Esta reportado que el NO activa selectivamente los canales de Ca2+ intracelular en Vicia faba a través de vías de señalización dependientes de cGMP/cADPR, sugiriendo el papel del NO como molécula señal en el cierre estomático inducido por ABA (57, 60).

 

CONCLUSIONES

A pesar de los avances significativos en el metabolismo celular del NO en las plantas, se debe reconocer que es muy limitado el conocimiento sobre la función de esta molécula y otras RNS, que pudieran estar involucrados en el estrés hídrico. Un factor limitante es la necesidad de identificar las fuentes de producción de NO en cada órgano de la planta y cuáles son determinantes para esta condición de estrés.

Investigaciones futuras deben ir dirigidas a estudiar los mecanismos de transducción de señales involucradas en el mecanismo de respuesta del NO, así como a la identificación y caracterización de sus dianas moleculares.

Una interpretación completa de los fenómenos de estrés hídrico requiere el estudio no sólo del papel de las ROS, sino también de las RNS y dilucidar como estas dos clases de moléculas pueden interactuar durante el estrés hídrico.

 

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Recibido: 7 de octubre de 2014
Aceptado: 18 de marzo de 2015

 

 

Yamile Vidal Aguiar, Instituto Nacional de Ciencias Agrícolas (INCA), gaveta postal 1, San José de las Lajas, Mayabeque, Cuba, CP 32700. Email: yvidalaguiar@gmail.com

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