Origen, clasificación taxonómica y distribución

El género del algodón (Gossypium spp.) incluye, aproximadamente, 50 especies distribuidas en regiones áridas y semiáridas del trópico y subtrópico. Incluye cuatro especies que han sido independientemente domesticadas por su fibra, dos en África, una en Asia y otra en América (66. Conabio. (2005). Sistema de Información de Organismos Vivos Modificados. Recuperado el 10 de Abril de 2011, de Bioseguridad.).

Su clasificación taxonómica es la siguiente (7): Reino: Plantae, División: Tracheophyta, Clase: Magnoliopsida, Orden: Malvales, Familia: Malvaceae, Género: Gossypium.

Este proceso paralelo de domesticación involucró cuatro especies, dos de América: G. hirsutum y G. barbadense, y dos de África y Asia: G. alborean y G. herbaceum (77. Roskov Y, Abucay L, Orrell T, Nicolson D, Flann C, Bailly N, Kirk P, Bourgoin T, DeWalt R.E., Decock W, De Wever A, eds. Species 2000 & ITIS Catalogue of Life, 2016; Annual Checklist.).

Existen diversos criterios sobre el origen del algodón. La discusión sobre los centros de origen, según estudios recientes, establece que no se ha determinado. Sin embargo, se ha descrito que los centros primarios de diversidad biológica para este género son América Central y Sudamérica con 18 especies, entre las cuales 11 se encuentran en la zona centro-oeste y el sureste de México y dos en Perú y las Islas Galápagos (una especie de Hawai). En el Noreste de África y Arabia se identifican 14 especies, mientras que en Australia 17 especies (88. Pérez M. Documento base de la especie Gossypium hirsutum L. para el análisis de riesgo ambiental. Distrito Federal, México: Instituto Nacional de Ecología. 2012.).

Importancia del cultivo

El algodón es un producto cultivado en más de 75 países de los cinco continentes, generando ingresos y empleo rural, lo que significa un ingreso vital para la economía de hogares rurales y un aporte a la seguridad alimentaria de la Agricultura Familiar. La cadena de valor del algodón genera productos agrícolas, fibras, textiles y prendas de vestir industriales y artesanales, así como el aprovechamiento de co-productos como oportunidades de negocio para la alimentación, salud, cosmética, entre otros, lo que dinamiza las economías nacionales y regionales (99. FAO. Día Mundial del Algodón 2021 – Conmemoración Latinoamérica y África. 2021. Consultado.6 de junio del 2022 en: https://www.fao.org/in-action/program-brazil-fao/news/ver/fr/c/1441913/).

Al cierre de la campaña 2020/2021, la demanda mundial de algodón ascendió a 25,5 millones de toneladas, con un aumento de 12,4 %. En la campaña 2021/2022, la producción mundial de este rubro alcanzó 25 millones de toneladas, lo que representó un incremento del 3 % (1010. FAO. Producción mundial de algodón. 2021. Consultado.6 de junio del 2022 en: https://www.icac.org/Publications/Details?publicationId=81).

Métodos de regeneración de plantas in vitro

La biotecnología moderna involucra el establecimiento de cultivo de tejidos y sistemas de transferencia de genes, lo que garantiza la obtención de características específicas deseadas, que aporta hacia el mejoramiento del cultivo en cuestión e implica la habilidad de regenerar un gran número de plantas (1111. Naz S, Ali A, Siddique F.A. and Iqbal J. Multiple shoot formation from different explants of chick pea (Cicer arietinum L.), Pak. J. Bot. 2007; 39(6): 2067-2073 p.). Las principales vías de regeneración de plantas in vitro en algodón son: organogénesis (1212. Zapata C, Srivatanakul M, Park S.H., Lee B.M., Salas M.G., and Smith R.H. Improvements in shoot apex regeneration of two fiber crops: cotton and kenaf, Plant Cell Tissue Org. Cult. 1999; (12):43-50.) y embriogénesis somática (1313. Firoozabady E, DeBoer D.L. Plant regeneration via somatic embryogenesis in many cultivars of cotton (Gossypium hirstum L.). In vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 1993; 9:166-173.).

Organogénesis

La organogénesis es la formación de órganos (hojas, tallo, raíces), a partir de yemas o primordios desarrollados sobre la superficie de callos o de explantes; generalmente, se inicia con la formación de hoja y tallo, y continúa con la formación de raíces (1414. Thorpe, T.A. Morphogenesis and regeneration in tissue culture. In: Genetic Engineering. Application to agriculture. Beltsville Symposia in Agricultural Research (L.D. Owens, ed.).1983; 285-303 p. Rowman and Allanheld, Publishers). La organogénesis implica la formación de estructuras monopolares que establecen conexión vascular con el tejido del que derivan, su origen es multicelular. Normalmente, los tallos y raíces se forman de modo independiente y se caracterizan por la falta de unión entre elementos vasculares de ambas estructuras (1515. Segura J. Morfogénesis in vitro. En: Fisiología y Bioquímica Vegetal (J. Azcón-Bieto, M. Talón, eds) .1993; 381-392 p. Interamericana-McGraw Hill, Madrid.).

La organogénesis involucra la regeneración de brotes directamente de células meristemáticas o de tejidos próximos a estas. Los brotes pueden surgir de los tejidos de los explantes con o sin la fase de callo. Además, es menos dependiente del genotipo en comparación con la embriogénesis somática, ya que cada planta tiene meristemos axilares capaces de regenerar. Sin embargo, la respuesta es diferente entre los cultivares, lo que depende del vigor, nivel de crecimiento de los explantes in vitro y la sensibilidad a los componentes del medio de cultivo (1616. Olhoft P.M., Somers D.A. Soybean. En: EC Pua, M.R. Davey (Eds.) Biotechnology in Agriculture and Forestry. 2007; 61. Transgenic Crops VI. Springer-Verlag, Berlin Heidelberg.).

En este sentido, y durante la regeneración de plantas vía organogénesis en tres cultivares de algodón de Gossypium hirsutum, y utilizando como explante inicial ápices, el mayor rango de elongación de los brotes se observó con 11,1 µM de 6-bencilaminopurina (6-BAP) y 0,1 % (w/v) de carbón activado, así como un incremento del crecimiento en presencia de Kinetina (kin). Además, se obtuvo alta eficiencia en el enraizamiento con 0,98 µM de Ácido Indolbutírico (AIB) y carbón activado (1717. Gonzalez A.J. Evaluación in vitro de materiales de algodón Gossypium hirsutum L. en relación a la capacidad de regeneración y respuesta a estrés abiótico. Análisis de variedades comerciales de INTA, líneas avanzadas. Tesis para obtener el grado de Magister en Genética Vegetal, presentada en la Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad Nacional de Rosario, 2015; 193 p.).

Embriogénesis somática

La embriogénesis somática es una técnica de la biotecnología que permite la obtención de embriones a partir de células somáticas vegetales, sin que exista la unión de los gametos. Esta técnica y el cultivo de tejidos vegetales, en general, se basan en el principio de la totipotencialidad celular, propuesto por Haberlandt en 1902 (1818. Radice S. Morfogénesis. En: Levitus G, Echenique V, Rubinstein C, Hopp E, Mroginski L, eds. Biotecnología y Mejoramiento Vegetal II. Buenos Aires: INTA; 2010; 26–33 p.), que consiste en que todas las células vegetales tienen la capacidad de regenerar plantas completas.

Existen dos tipos de embriogénesis somática: directa e indirecta. La vía directa involucra la formación de embriones directamente a partir de un segmento del explante sin la previa formación de callos. La vía indirecta, se da a través de una fase intermedia de formación de callos (1919. Bedoya C, Ríos A. Inducción de la embriogénesis somática en Crinum x powellii “album” (Amaryllidaceae) [Tesis de pregrado]. Pereira: Universidad Tecnológica de Pereira; 2010.) y se observa con mayor frecuencia que la embriogénesis somática directa (2020. George EF, Hall MA, De Klerk GJ. Plant propagation by tissue culture. 3^rd ed. Vol. 1. Dordrecht: Springer; 2008.). En ambos casos, para plantas monocotiledóneas, los embriones somáticos transitan a través de etapas similares a las observadas en un embrión cigótico: globular, acorazonado, torpedo, cotiledonar y embrión maduro (2121. Kamle M, Bajpai A, Chandra R, Kalim S, Kumar R. Somatic embryogenesis for crop improvement. GERF Bull Biosci. 2011; 2(1):54–59 p.).

En el año 1979, se informaron los primeros trabajos vía embriogénesis somática en Gossypium koltzchianum, pero sin llegar a obtener plantas completas (2222. Price HJ and Smith RH. Somatic embryogenesis in suspension cultures of Gossypium klotzschiaanum Anderss. Planta. 1979; 145: 305-307.). Posteriormente, y desde la primera mitad de los 80, se han desarrollado algunos métodos de regeneración de plantas por esta vía en Gossypium spp., en este sentido, para la especie G. hirsutum L. cv. Coker se describió por primera vez en 1983 la regeneración de plantas por embriogénesis somática (2323. Davidonis GH and Hamilton RH. Plant regeneration from callus tissue of Gossypium hirsutum L. Plant Sci. Lett. 1983; 32: 89-93.). Desde entonces, ha tenido un progreso significativo el empleo de esta vía de regeneración en el cultivo de tejidos en algodón (2424. Méndez-Natera JR, Rondón A, Hernández J, Merazo-Pinto JF. Genetic studies in upland cotton (Gossypium hirsutum L.) I. heterotic effects, Pak. J. Bot. 2007; 39(2): 385-395). Distinguiéndose, similar a otros cultivos, las fases de inducción y formación, proliferación, maduración, germinación y conversión de embriones somáticos muy bien definidas (2525. Chitra Devi B, Narmathabai V. Somatic embryogenesis in the medicinal legume Desmodium motorium (Houtt.) Merr. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 2011;106: 409-418.).

La inducción del proceso consiste en la terminación del patrón de expresión de genes presentes en el tejido del explante; y se reemplaza por un programa de expresión del gen o genes en las células del tejido cultivado, que puede dar lugar a embriones somáticos (2626. Quiroz FR, Rojas R, Galaz RM, Loyola VM. Embryo production through somatic embryogenesis can be used to study cell differentiation in plants. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2006; 86: 285-301.). Estas células dependen de diferentes factores para lograr una alta frecuencia de formación de callos, entre ellos, el genotipo, el tipo de planta donante, la edad o etapa de desarrollo del explante, el ambiente in vitro que incluye la composición del medio de cultivo y las condiciones físicas (luz, temperatura, humedad relativa) (2727. Bian FH, Qu FN, Zheng CX, You CR, Gong XQ. Recent advances in Cyclamen persicum Mill. Somatic embryogenesis. Northern Horticult. 2007; 8:70-72.). También, existen referencias sobre la influencia del tipo de explante en la formación de callos, ya sea hojas, peciolos, raíces, semillas, cotiledones, meristemos, embriones cigóticos, entre otros (2828. Rodríguez Beraud MM, Latsague MI, Chacón MA, Astorga PK. Inducción in vitro de callogénesis y organogénesis indirecta a partir de explantes de cotiledón, hipocótilo y hoja en Ugni molinae. Bosque, 2014; 35(1): 111-118. DOI: http://doi.org/10.4067/S0717-92002014000100011).

Factores que inciden en el desarrollo de la embriogénesis somática en el algodón

Oxidación de compuestos fenólicos

Uno de los factores que afecta con frecuencia durante el aislamiento de los explantes, en el cultivo in vitro, es la oxidación de los compuestos fenólicos liberados por las células dañadas durante el proceso de disección de los órganos fuente de los explantes. Algunas prácticas para contrarrestar este efecto incluyen el uso de sustancias antioxidantes como el ácido ascórbico, el ácido cítrico, la cisteína, el carbón activado, entre otros, o las mezclas de algunos de estos compuestos (3737. Azofeifa A. Problemas de oxidación y oscurecimiento de explantes cultivados in vitro. Agronomía Mesoamericana. 2009; 20(1): 153-175. issn: 1021-7444).

El ácido ascórbico es uno de los antioxidantes más usados en el cultivo de tejidos vegetales, actúa como amortiguador redox en las plantas y tiene un importante papel en su metabolismo. Este ácido es un cofactor de las enzimas, interviene en varios procesos fisiológicos de las plantas, entre ellos, división celular, metabolismo de la pared y expansión celular, formación del meristemo apical, desarrollo de la raíz, fotosíntesis, regulación de la florescencia y de la senescencia de las hojas (3838. Mora ME, Peralta J, López HA, García R, González JG. Efecto del ácido ascórbico sobre crecimiento, pigmentos fotosintéticos y actividad peroxidasa en plantas de crisantemo Revista Chapingo Serie Horticultura. 2011; XVII (2): 73-81.).

En la literatura científica, nacional e internacional, existen pocas referencias del uso de antioxidantes para controlar la oxidación de los compuestos fenólicos en el cultivo del algodón. Los autores de un estudio realizado en el cultivar ‘MSI’ de algodón observaron que, durante la formación de callos con estructuras embriogénicas, se formaron estos compuestos; lo que fue controlado con la adición al medio de cultivo de 60 mg L^-1 de ácido ascórbico. La incorporación de este antioxidante al medio, en presencia del ácido 2,4-diclorofenoxiacético (2,4-D), contribuyó a la formación de un mayor número de callos total y de callos embriogénicos (3333. Nedd LL, González ME, Martínez SJ. Efecto del 2,4-d y ácido ascórbico en la formación de callos embriogénicos en Gossypium barbadense L. cultivar ‘MSI’. Biotecnología Vegetal, 2022:).

Medio de cultivo

El medio de cultivo compuesto por las sales de Murashige-Skoog (MS) (3939. Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol Plant. 1962; 15:473–497.) es el más utilizado para la embriogénesis somática en especies dicotiledóneas (4040. Sharry S, Adema A, Abedini W. Plantas de probeta: Manual para la propagación de plantas por cultivo de tejidos in vitro. Editorial de la Universidad de La Plata, Argentina. 2015; 234 p. ISBN 978-950-34-1254-1). En general, y en particular en algodón, se han hecho varias modificaciones a este medio de cultivo para la regeneración de plantas por esta vía morfogenética. En tal sentido, se ha modificado el medio MS con la adición de vitaminas Gamborg B5. Evidencias de lo anteriormente expuesto son los resultados favorables durante la formación de callos, utilizando el medio de cultivo MS, en diferentes cultivares de Gossypium spp. (4141. Rao AQ, Hussain SS, Shahzad MS, Bokhari SYA, Raza MH, Rakha A. Somatic embryogenesis in wild relatives of cotton (Gossypium spp.). J Zhejiang Univ-SCI B. 2006; 7(4):291–298.). También, se ha logrado con éxito la formación de callos, en este género, al utilizar el medio de cultivo MSB (Sales MS más vitaminas Gamborg B5) (4040. Sharry S, Adema A, Abedini W. Plantas de probeta: Manual para la propagación de plantas por cultivo de tejidos in vitro. Editorial de la Universidad de La Plata, Argentina. 2015; 234 p. ISBN 978-950-34-1254-1- 4343. Han G, Wang X, Zhang G, Ma Z. Somatic embryogenesis and plant regeneration of recalcitrant cottons (Gossypium hirsutum). Afr J Biotechnol. 2009; 8(3):432– 437.).

Reguladores de crecimiento

Los reguladores de crecimiento de las plantas son compuestos que tienen un papel regulador más que nutricional en el crecimiento y desarrollo de los tejidos vegetales. En el proceso de formación de callos, el regulador de crecimiento utilizado juega un papel fundamental (4444. von Arnold S, Sabala I, Bozhkov P, Dyachok J, Filonova L. Developmental pathways of somatic embryogenesis. Plant Cell Tiss Organ Cult. 2002; 69: 233-249.). El 2,4-D es uno de los más empleados en el cultivo de tejidos para estos fines (4545. Yumbla M, Ferreira AC, Marques MV, Rocha DI, Silva D, Dias A, Barbosa LG, Campos Otoni W. Somatic embryogenesis and de novo shoot organogenesis can be alternatively induced by reactivating pericycle cells in Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners) root explants. Available from: In Vitro Cell Dev Biol – Plant. 2017, 50:738–745. DOI http://doi.org/10.1007/s11627-017-9800-2). El potencial de la regeneración también es influenciado por la presencia de los compuestos reguladores en el medio de cultivo. Es por ello que, en los protocolos para la regeneración de plantas se utilizan diversos tipos y concentraciones de reguladores de crecimiento.

Con respecto al algodón, existen diferentes criterios sobre la concentración de 2,4-D a emplear en el proceso de formación de callos. Esta auxina ha resultado de gran utilidad para la inducción de callos con estructuras embriogénicas, a partir de hojas y cotiledones, en los cultivares de G. arboreum ‘BD-l’ y ‘BD-6’, así como en los cultivares de G. hirsutum ‘SH-131’ y ‘LH-900’ (4646. Khan T, Singh AK, Pant R. Regeneration via somatic embryogenesis and organogenesis in different cultivars of cotton (Gossypium spp.). In Vitro Cell Dev Biol-Plant. 2006; 42:498–501.). En estos cultivares se observó, además, que el 2,4-D es efectivo en la inducción de callos a partir de explantes de diferente procedencia (4747. Zouzou M, Kouakou TH, Koné M, Georges AN, Justin KY. Effect of genotype, explants, growth regulators and sugars on callus induction in cotton (Gossypium hirsutum L.). Aust J Crop Sci. 2008; 2(1):1–9).

La combinación de auxinas y citoquininas, en el cultivo del algodón, estimula la formación de callos con estructuras embriogénicas, así por ejemplo se ha señalado que la incorporación de 2,4-D y kinetina en el medio de cultivo induce el desarrollo y la proliferación de embriones somáticos. Algunos autores refieren que la formación de callos, con estructuras embriogénicas, se logró al emplear concentraciones de 9,04 µM de 2,4-D combinadas con 0,46 µM de kin. De igual modo, en cultivares de este género se ha informado la formación de callos con la adición al medio de solo 4,52 µM de 2,4-D y 2,32 µM de kin (4141. Rao AQ, Hussain SS, Shahzad MS, Bokhari SYA, Raza MH, Rakha A. Somatic embryogenesis in wild relatives of cotton (Gossypium spp.). J Zhejiang Univ-SCI B. 2006; 7(4):291–298.,4242. Rajeswari S, Muthuramu S, Chandirakala R, Thiruvengadam V, Raveendran T. Callus induction, somatic embryogenesis and plant regeneration in cotton (Gossypium hirsutum L.). Electronic Journal of Plant Breeding. 2010;1(4):1186–1190,4747. Zouzou M, Kouakou TH, Koné M, Georges AN, Justin KY. Effect of genotype, explants, growth regulators and sugars on callus induction in cotton (Gossypium hirsutum L.). Aust J Crop Sci. 2008; 2(1):1–9). La inducción de embriones somáticos se ha obtenido al transferir los callos embriogénicos a un medio de cultivo libre de reguladores de crecimiento y el posterior subcultivo en medio MS enriquecido con 1,9 g L^-1 de KNO₃ (4242. Rajeswari S, Muthuramu S, Chandirakala R, Thiruvengadam V, Raveendran T. Callus induction, somatic embryogenesis and plant regeneration in cotton (Gossypium hirsutum L.). Electronic Journal of Plant Breeding. 2010;1(4):1186–1190).

Existen referencias sobre la obtención de callos friables y de color verde en Gossypium klotzschianum, a partir de hipocotilos cultivados en medio con 0,9 µM 2,4-D y 2,32 µM kin (4848. Sun Y, Zhang X, Jin S, Liang S, Nie Y. Somatic embryogenesis and plant regeneration in wild cotton (Gossypium klotzschianum). Plant Cell Tiss Org. 2003; 75:247–253.). Asimismo, se ha logrado el desarrollo y proliferación de embriones con 0,045 µM 2,4-D; 0,93 µM de kin y 2,46 µM de AIB. Por otro lado, la diferenciación de embriones también se ha logrado en medio líquido con 0,226 µM de 2,4-D y 0,93 de µM de kin, observándose los diferentes estados del embrión somático: globular, corazón, torpedo y embrión cotiledonar maduro (4848. Sun Y, Zhang X, Jin S, Liang S, Nie Y. Somatic embryogenesis and plant regeneration in wild cotton (Gossypium klotzschianum). Plant Cell Tiss Org. 2003; 75:247–253.).

En este sentido, se desarrolló un protocolo para la embriogénesis somática y regeneración de plantas de cinco cultivares recalcitrantes de algodón (G. hirsutum), permitiendo ampliar la gama de genotipos manipulados in vitro para el mejoramiento genético, y se logró la mayor formación de embriones somáticos al combinar AIB (0,49 µM), kin (0,46 µM) y 2,4-D (0,45 µM) (4949. Han G, Wang X, Zhang G, Ma Z. Somatic embryogenesis and plant regeneration of recalcitrant cottons (Gossypium hirsutum). Afr J Biotechnol. 2009; 8(3):432– 437.).

En otros protocolos desarrollados para la regeneración de plantas de algodón de las especies G. hirsutum y G. barbadense, en presencia de 10,74 µM de 2,4-D y 4,64 µM de kin se formaron callos con estructuras pre-embriogénicas (5050. Upland (Gossypium hirsutum L.) and Pima (Gossypium barbadense L.) cottons. Crop Sci. 2001; 41:1235–1240.). Los autores observaron la formación de callos friables, con pequeñas células y citoplasma muy denso, al ser transferidos a medio de cultivo de maduración. También, se han alcanzado altos porcentajes de formación de callos en G. hirsutum, con 5,37 µM de ácido naftalen acético (ANA), en combinación con 0,46 µM de Kin o 0,44 µM de 6-BAP, los callos formados con la adición de kinetina se caracterizaron por ser compactos y la presencia de gran número de raíces (5151. Abdellatef E, Khalafallah M. Influence of growth regulators on callus induction from hypocotyls of medium staple cotton (Gossypium hirsutum L.) Cultivar barac B-67. J. Soil Nature. 2008; 2(1):17–22.).

Estos reguladores de crecimiento de plantas han sido muy útiles para la inducción de callos en algodón a partir de cotiledones de los cultivares de G. arboreum ‘BD-l’ y ‘BD-6’, así como de los cultivares de G. hirsutums ‘SH-131’ y ‘LH-900’, lográndose la formación de callos con concentraciones de 9,04 µM de 2,4-D combinado con 0,464 µM de kin (4646. Khan T, Singh AK, Pant R. Regeneration via somatic embryogenesis and organogenesis in different cultivars of cotton (Gossypium spp.). In Vitro Cell Dev Biol-Plant. 2006; 42:498–501.).

Otros autores destacan la formación de callos al utilizar dos combinaciones de reguladores de crecimiento: 0,90 µM de 2,4-D + 0,89 µM de 6-BAP y 4,92 µM de 2,4-D + 0,89 µM de 6-BAP, en condiciones de oscuridad y luz, obteniendo la mayor proliferación de callos en presencia de luz y con mayor concentración de 2,4-D, en presencia de 6-BAP (5252. Hirimburegama K, Ga~mage N. In vitro callus and cell cultures of Gossypium hirsutum L. (cotton). J Natn Sci Coun Sri Lanka. 1994; 22(4):305–312.). Por otro lado, la formación de un callo granular, parcialmente friable y de color marrón claro se obtuvo en presencia de 2-isopentiladenina (2iP) y 2,4-D; apreciándose que, al aumentar las concentraciones de estos reguladores, los callos presentaron color marrón oscuro y porciones necróticas (5353. González-Benito M, Carvalho J, Pérez C. Somatic embryogenesis of an early cotton cultivar. Pesq agropec bras. 1997; 32(5):485–488).

Algunos autores han informado 0,45 µM de 2,4-D como la concentración más efectiva para la formación de callos embriogénicos en el algodón (44. Martínez SJ, Rafael Gómez- Kosky R, Saucedo O. El sorgo: su cultivo y mejora en Cuba. Editorial Académica Española. 2014; 100 p. ISBN: 978-3-8473-6942-4.). En G. barbadense “algodón nativo”, se obtuvo la mayor inducción de callos embriogénicos (82,5%) con 0,45 µM de 2,4- D y 100 mL L^-1 de agua de coco (33. Teruya MS. Evaluación de fitorreguladores del crecimiento en la inducción de callo embriogénico en Gossypium barbadense L. 1753 “algodón nativo” color pardo. Tesis para optar el Título Profesional de Licenciada en Biología. Facultad de Ciencias Biológicas, Escuela Profesional De Biología, Universidad Ricardo PALMA, Lima, Perú. 201; 69 p.). Otros autores encontraron con 11,31 y 13,58 µM de 2,4-D y la adición de 60 mg L^-1 de ácido ascórbico los mayores porcentajes de formación de callos totales y con apariencia embriogénica, con 88,05 y 83,50 %, respectivamente (3535. Maura Isabel Díaz MI, Rodas JM, Luis Roberto González LR, Vera M. Establecimiento in vitro de segmentos nodales de Handroanthus heptaphyllus de flores blancas. Biotecnología Vegetal. 2020; 20(3): 203 – 210. SSN 2074-8647, RNPS: 2154). Estos callos se caracterizaron por ser compactos, de color amarillo brillante, muy densos, compatibles con células isodiamétricas. Los resultados evidencian que el 2,4-D es necesario para la formación de callos, al menos para los explantes mencionados anteriormente, pues en el medio de cultivo sin este regulador de crecimiento no se logra inducir la callogénesis (3333. Nedd LL, González ME, Martínez SJ. Efecto del 2,4-d y ácido ascórbico en la formación de callos embriogénicos en Gossypium barbadense L. cultivar ‘MSI’. Biotecnología Vegetal, 2022:).

Condiciones de cultivo

La luz es uno de los factores ambientales necesarios en los procesos de fotosíntesis y fotomorfogénesis, los cuales son facilitados por los pigmentos presentes en los tejidos, que absorben la radiación de determinadas longitudes de onda (33. Teruya MS. Evaluación de fitorreguladores del crecimiento en la inducción de callo embriogénico en Gossypium barbadense L. 1753 “algodón nativo” color pardo. Tesis para optar el Título Profesional de Licenciada en Biología. Facultad de Ciencias Biológicas, Escuela Profesional De Biología, Universidad Ricardo PALMA, Lima, Perú. 201; 69 p.). La fotosíntesis llevada a cabo en la mayoría de los tejidos vegetales cultivados in vitro es relativamente baja, por lo que los cultivos dependen de una fuente externa de sacarosa. En estas circunstancias, la luz es importante por su efecto en la fotomorfogénesis, debido a que induce el rápido cambio en la expresión genética que conduce al patrón normal de desarrollo (2020. George EF, Hall MA, De Klerk GJ. Plant propagation by tissue culture. 3^rd ed. Vol. 1. Dordrecht: Springer; 2008.).

En Gossypium spp. se ha logrado la formación e inducción de callo embriogénico, tanto en condiciones de oscuridad continua como de fotoperiodo, siendo este último el más común. Por ejemplo, en algunas investigaciones sobre este cultivo se inició la formación y proliferación de callos con fotoperiodo de 16 h luz/ 8 h oscuridad (33. Teruya MS. Evaluación de fitorreguladores del crecimiento en la inducción de callo embriogénico en Gossypium barbadense L. 1753 “algodón nativo” color pardo. Tesis para optar el Título Profesional de Licenciada en Biología. Facultad de Ciencias Biológicas, Escuela Profesional De Biología, Universidad Ricardo PALMA, Lima, Perú. 201; 69 p.,5555. Ghaemi M, Majd A, Fallahian F, Bezdi G. Comparison of callus induction and somatic embryogenesis of some Iranian cottons (Gossypium Spp.) with Coker 312 and histology of somatic embryogenesis. African Journal of Biotechnology. 2013; 10(15):2915–2922.,5656. Surgun Y, Yilmaz E, Çöl B, Bürün B. Callus induction, In vitro shoot development and somaclonal variations in cotton (Gossypium hirsutum L.). J Appl Biol Sci. 2014; 8(2):62–68.), mientras que en otras se ha logrado en oscuridad continua (5757. Sanghera GS, Gill MS, Sandhu JS, Gosal SS. Effects of genotype, plant growth regulators and explant source on callus induction in cotton (Gossypium hirsutum L.). Asian Australas J Plant Sci Biotechnol. 2009; 3:37–42.).

Suplementos orgánicos no definidos

En la formación de callos de diferentes especies vegetales se utilizan sustancias orgánicas de naturaleza química indefinida. Entre las sustancias orgánicas se encuentran el agua de coco, la caseína hidrolizada y el extracto de levadura. El agua de coco es el endospermo líquido del fruto de coco, y entre sus componentes se encuentran aminoácidos, ácidos orgánicos, ácidos nucleicos, purinas, azúcares, polialcoholes, vitaminas, minerales y reguladores de crecimiento, cuyas concentraciones pueden variar (2020. George EF, Hall MA, De Klerk GJ. Plant propagation by tissue culture. 3^rd ed. Vol. 1. Dordrecht: Springer; 2008.).

Algunos autores han evaluado el uso del agua de coco en la inducción de callo, en combinación o ausencia de otros suplementos. Por ejemplo, se obtuvieron callos a partir de óvulos de Gossypium hirsutum y G. barbadense, utilizando medio MS enriquecido con 100 - 120 mL de agua de coco, 1 g L^-1 de caseína hidrolizada, 1 g L^-1 de extracto de levadura y distintas concentraciones de fitorreguladores de crecimiento (5858. Efe L. Callus formation and plant regeneration from two cotton species (Gossypium hirsutum L. and G. barbadense L.). Pak J Bot. 2005; 37(2):227–236.).

En Gossypium barbadense L. “algodón nativo” color pardo se encontró la mayor proliferación de callos friables (82,5%), a partir de explantes obtenidos de segmentos de plantas de semillas germinadas in vitro y cultivados en medio MS enriquecido con 0,1 mg L^-1 de 2,4-D y 100 mL L^-1 de agua de coco e incubados bajo un fotoperiodo de 16 h luz/ 8 h oscuridad (33. Teruya MS. Evaluación de fitorreguladores del crecimiento en la inducción de callo embriogénico en Gossypium barbadense L. 1753 “algodón nativo” color pardo. Tesis para optar el Título Profesional de Licenciada en Biología. Facultad de Ciencias Biológicas, Escuela Profesional De Biología, Universidad Ricardo PALMA, Lima, Perú. 201; 69 p.).

La regeneración in vitro de plantas de algodón se dificulta debido, entre otros aspectos, a que la respuesta morfogenética es dependiente del genotipo. La embriogénesis somática es el método más utilizado, debido a que las plantas regeneradas tienen origen unicelular y no existe una conexión vascular entre el embrión somático y el tejido materno (1717. Gonzalez A.J. Evaluación in vitro de materiales de algodón Gossypium hirsutum L. en relación a la capacidad de regeneración y respuesta a estrés abiótico. Análisis de variedades comerciales de INTA, líneas avanzadas. Tesis para obtener el grado de Magister en Genética Vegetal, presentada en la Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad Nacional de Rosario, 2015; 193 p.).

Métodos de transformación genética

Se han desarrollado diferentes métodos para introducir genes foráneos en plantas. Una característica común para los mismos es que el ácido desoxirribonucleico transformante (ADN transformante), tiene que vencer diferentes barreras; primero, lograr entrar a la célula vegetal, atravesando la pared celular y la membrana plasmática; posteriormente, tiene que llegar al núcleo e integrarse en los cromosomas residentes. Para la mayoría de las especies, la transferencia de genes se lleva a cabo usando explantes que son competentes para la regeneración y, de esa manera, se facilita la obtención de plantas fértiles completas. Esto implica el uso de la tecnología de cultivo de tejidos. Aunque la tecnología de transferencia de genes se ha convertido en una rutina en varias especies, en otras el paso limitante no es propiamente la transformación, sino la ausencia de protocolos de regeneración eficientes (5959. Martínez P, Cabrera JL, Herrera L. Las plantas transgénicas: una visión integral. Genosis [online]. 2004, 2:28 p.). Los métodos de transformación se pueden dividir en dos categorías principales: transformaciones directas e indirectas, que se detallan en las secciones siguientes (6060. Rao AQ, Ali MA, Khan MAU, Bajwa KS, Iqbal A, Iqbal T, Shahid AA, Nasir IA and Husnain T. Science Behind Cotton Transformation. Chapter from the book Cotton Research, Editado por: INTECH, 2016; 209-229. Downloaded from: http://www.intechopen.com/books/cotton-resear).

Técnicas de transformación comúnmente usadas en algodón

Entre las técnicas de transformación más usadas en el cultivo del algodón cabe señalar la transformación mediada por Agrobacterium y la transformación por biobalística.

Mejoramiento genético del algodón mediante la transformación genética

En 1973 surgió la ingeniería genética y en 1983 se desarrolló la primera planta transgénica. Todos los conocimientos emanados a través de la historia de la revolución verde, basados en biotecnología, llevaron a que pronto la revolución de la biotecnología moderna imperara en el desarrollo de plantas de cultivos agrícolas de interés, generándose nuevas variedades portadoras de determinados genes; incluso, que ni siquiera pertenecen a las plantas, sino a organismos de otro reino. En 1996 se desarrolló la primera línea de algodón transgénico comercial: el algodón Bollgardi®, al cual se le transfirió el gen Cry1ac, proveniente de la bacteria Bacillus thuringiensis; este gen le confiere a la planta de algodón resistencia al ataque de insectos del orden lepidóptera, debido a que expresa una proteína tóxica para dichos insectos, provocándoles la muerte (8888. Veluthambi K, Krishnan M, Gould JH, Smith RH, Gelvin SB. Opines stimulate induction of the vir-genes of the Agrobacterium tumefaciens Ti plasmid. J Bateriol. 1989; 171(7):3696-3703.).

En 1997 surgió el algodón resistente al herbicida glifosato, ya que se le transfirió a las células de la planta de algodón el gen cp4-epsps, proveniente de la bacteria Agrobacterium spp., cepa cp4, que expresa una enzima clave en la síntesis de aminoácidos aromáticos que poseen las plantas, bacterias y algunos hongos. Esta destruye el ingrediente activo del glifosato (N-fosfonometil-glicina); sin embargo, la enzima EPSPS de la bacteria aislada es resistente al glifosato, por lo que la planta no sufre daño alguno.

En el año 2000 se obtuvo una línea de algodón transgénico resistente al herbicida glufosinato de amonio, al cual se le transfirió el gen pat, aislado de la bacteria Streptomyces viridochromogenes; este gen expresa una enzima que transforma al ingrediente activo del herbicida en una sustancia no tóxica. Posteriormente, en el año 2002, se desarrollaron y comercializaron semillas de algodón transgénico con doble tecnología, resistentes a insectos lepidópteros, debido al gen cry1Ac y tolerantes al herbicida glifosato, gracias al gen cp4-epsps (8989. Rugini E, Mariotti D. Agrobacterium Rhizogenes T-DNA genes and rooting in woody species. Acta Horticulturae. 1999; 300: 301-308.).

El poco conocimiento acerca de la seguridad y el comportamiento de las plantas transgénicas pronto llevó al colapso de la biotecnología transferida al algodón, por lo que aparecieron insectos del orden lepidóptera resistentes a la proteína tóxica expresada por el gen Cry1ac; por ello, en el año 2003 surgió el algodón Bollgard ii^®, que es una variante del Bollgard i^®. Este, además de expresar el gen Cry1ac, al cual ya habían desarrollado resistencia algunos insectos, se le transfirió el gen Cry1ab, también aislado de la bacteria Bacillus thuringiensis (Bt), con el fin de enfrentar a los insectos con una nueva toxina, por lo que no debería existir resistencia. Junto con esta nueva tecnología surgió una campaña para la implementación de refugios, con el fin de evitar que sucediera nuevamente la aparición de insectos tolerantes, tal y como ocurrió con el algodón Bollgard i^® (9090. Sanford JC. The biolistic process. Trends Biotechnol. 1988, 6: 299-302.).

En el año 2006 se comercializó un algodón transgénico de doble tecnología, resistente a insectos lepidópteros basado en la tecnología del Bollgard ii^® y, además, tolerante al herbicida glifosato, conocido como algodón Bt-rr, donde Bt (Bacillus thuringiensis) se refiere a los genes que le otorgan resistencia a los insectos (Cry1ac y Cry2ab), y rr a que es tolerante al glifosato, específicamente a la marca Roundup Ready^® (9090. Sanford JC. The biolistic process. Trends Biotechnol. 1988, 6: 299-302.).

El algodón transgénico ha seguido experimentando transformaciones, pues existen variedades transgénicas tolerantes a herbicidas distintos al glifosato y con otras propiedades. Actualmente, se están generando nuevos conocimientos y nuevas tecnologías, por lo que en los años venideros las modificaciones se harán de diversas maneras, algunas quizás más precisas, lo que permitirá ofrecer nuevas soluciones a los problemas del cultivo.

El desarrollo de métodos no sexuales para transferir genes, como la transformación genética, permite superar las limitaciones de la mejora genética tradicional, lo que abre nuevas perspectivas en el mejoramiento de plantas (9191. Hansen G, Wright MS. Recent advances in the transformation of plants. Trends Plant Sci. 1999; 4: 226-231). El algodón modificado genéticamente es el tercer cultivo transgénico con mayor presencia en el mundo. Actualmente, ocupa el 70 % de la superficie algodonera mundial, siendo las variedades Bt resistentes a insectos las más cultivadas. Entre los países que más cultivan el algodón Bt se encuentra China, India, Pakistán, Sudáfrica y Burkina Faso, entre otros. En estos países, más de 15 millones de pequeños agricultores disfrutan de sus beneficios económicos, sociales y ambientales (9292. Kohli A, Leech M, Vain P, Laurie DA, Christou P. Transgene organization in rice engineered through direct DNA transfer supports a two fase integration mechanism mediated by the establishment of integration hot spots. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998; 95: 7203-7208.).

Según el Comité Consultivo Internacional del Algodón - ICAC, la producción mundial ascendió a 25,5 millones en la cosecha 2021-2022, registrándose además un aumento de la demanda del 12,4 % (9393. Gutiérrez A, Santacruz F, Cabrera JL, Rodríguez B. Mejoramiento genético vegetal in vitro. e-Gnosis, [online]. 2003; 1: 4. www.e-gnosis.udg.mx/vol1/art4). El algodón transgénico ocupó un tercer lugar (14 %) de los cultivos producidos por esta vía en el mundo, detrás de la soya (48 %) y el maíz (32 %). El algodón genéticamente modificado que se encuentra actualmente en la producción y el comercio ha sido modificado para que sea tolerante a herbicidas, resistente a insectos o una combinación de ambas características (9494. Reddy, MS, Dinkins RD, Collins GB. Gene silencing in transgenic soybean plants transformed via particle bombardment. Plant Cell Report. 2003; 21: 676-683.).

El algodón genéticamente modificado permitió, mediante el uso de genes de interés, que los cultivos sean más sustentables desde el punto de vista económico y ambiental (1717. Gonzalez A.J. Evaluación in vitro de materiales de algodón Gossypium hirsutum L. en relación a la capacidad de regeneración y respuesta a estrés abiótico. Análisis de variedades comerciales de INTA, líneas avanzadas. Tesis para obtener el grado de Magister en Genética Vegetal, presentada en la Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad Nacional de Rosario, 2015; 193 p.). Bacillus thuringiensis es una bacteria muy común que se encuentra en el suelo y puede producir una proteína, la Cry d-endotoxina, que es tóxica para larvas de ciertos insectos, por ejemplo, polillas como los gusanos del algodón que atacan a este cultivo, y su acción es específica para controlar dichos insectos (9595. McCabe DE, Martinell BJ. Transformation of elite cotton cultivars via particle bombardment of meristems. Bio/Technology. 1993; 11:596-598.). De los transgénicos actualmente disponibles para producción comercial, dos ofrecen tolerancia a herbicidas y uno es resistente a los gusanos del algodón, conocido como algodón Bt, por expresar toxinas de la bacteria Bacillus thuringiensis (9696. Maskin L, Turica M, Nakaya P, González A, Lewi DM. Técnicas aplicadas en la transgénesis en algodón (Gossipyum hirsutum L.). Trabajo presentado en el 1º Congreso Internacional de Algodón realizado el 27/10 en Presidencia Roque Sáenz Peña, Chaco. Argentina. 2018.).

Existen cultivares de algodón con capacidad de resistencia a insectos, la cual es utilizada para el control del gusano bellotero y el gusano rosado; también ejerce cierto control sobre otros gusanos como el llamado soldado y el falso medidor; asimismo, es resistente a los herbicidas glifosato y glufosinato, siendo de utilidad para el agricultor al lograr controlar las plantas arvenses sin afectar a las plantas de este cultivo (9595. McCabe DE, Martinell BJ. Transformation of elite cotton cultivars via particle bombardment of meristems. Bio/Technology. 1993; 11:596-598.).

Origin, taxonomic classification and distribution

The cotton genus (Gossypium spp.) includes approximately 50 species distributed in arid and semi-arid regions of the tropics and subtropics. It includes four species that have been independently domesticated for their fiber, two in Africa, and one in Asia and another in America (66. Conabio. (2005). Sistema de Información de Organismos Vivos Modificados. Recuperado el 10 de Abril de 2011, de Bioseguridad.).

Its taxonomic classification is as follows (77. Roskov Y, Abucay L, Orrell T, Nicolson D, Flann C, Bailly N, Kirk P, Bourgoin T, DeWalt R.E., Decock W, De Wever A, eds. Species 2000 & ITIS Catalogue of Life, 2016; Annual Checklist.): Kingdom: Plantae, Division: Tracheophyta, Class: Magnoliopsida, Order: Malvales, Family: Malvaceae, Genus: Gossypium.

This parallel domestication process involved four species, two from America: G. hirsutum and G. barbadense, and two from Africa and Asia: G. alborean and G. herbaceum (77. Roskov Y, Abucay L, Orrell T, Nicolson D, Flann C, Bailly N, Kirk P, Bourgoin T, DeWalt R.E., Decock W, De Wever A, eds. Species 2000 & ITIS Catalogue of Life, 2016; Annual Checklist.). There are different criteria on the origin of cotton. The discussion on the centers of origin, according to recent studies, states that it has not been determined. However, it has been described that the primary centers of biological diversity for this genus are Central and South America with 18 species, among which 11 are found in west-central and southeastern Mexico and two in Peru and the Galapagos Islands (one species from Hawaii). In Northeast Africa and Arabia 14 species are identified, while in Australia 17 species (88. Pérez M. Documento base de la especie Gossypium hirsutum L. para el análisis de riesgo ambiental. Distrito Federal, México: Instituto Nacional de Ecología. 2012.).

Importance of cultivation

Cotton is grown in more than 75 countries on five continents, generating income and rural employment, which is a vital source of income for the economy of rural households and a contribution to the food security of family farming. The cotton value chain generates agricultural products, fibers, textiles and industrial and handcrafted garments, as well as the use of co-products as business opportunities for food, health, cosmetics, among others, which boosts national and regional economies (99. FAO. Día Mundial del Algodón 2021 – Conmemoración Latinoamérica y África. 2021. Consultado.6 de junio del 2022 en: https://www.fao.org/in-action/program-brazil-fao/news/ver/fr/c/1441913/).

At the end of the 2020/2021 season, world cotton demand totaled 25.5 million tons, an increase of 12.4 %. In the 2021/2022 season, world cotton production reached 25 million tons, an increase of 3 % (1010. FAO. Producción mundial de algodón. 2021. Consultado.6 de junio del 2022 en: https://www.icac.org/Publications/Details?publicationId=81).

In vitro plant regeneration methods

Modern biotechnology involves the establishment of tissue culture and gene transfer systems, which guarantees the obtaining of specific desired characteristics, which contributes to the breeding of the crop in question and implies the ability to regenerate a large number of plants (1111. Naz S, Ali A, Siddique F.A. and Iqbal J. Multiple shoot formation from different explants of chick pea (Cicer arietinum L.), Pak. J. Bot. 2007; 39(6): 2067-2073 p.). The main ways of in vitro plant regeneration in cotton are: organogenesis (1212. Zapata C, Srivatanakul M, Park S.H., Lee B.M., Salas M.G., and Smith R.H. Improvements in shoot apex regeneration of two fiber crops: cotton and kenaf, Plant Cell Tissue Org. Cult. 1999; (12):43-50.) and somatic embryogenesis (1313. Firoozabady E, DeBoer D.L. Plant regeneration via somatic embryogenesis in many cultivars of cotton (Gossypium hirstum L.). In vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 1993; 9:166-173.).

Organogenesis

Organogenesis is the formation of organs (leaves, stem, and roots) from buds or primordia developed on the surface of callus or explants; generally, it starts with the formation of leaf and stem, and continues with the formation of roots (1414. Thorpe, T.A. Morphogenesis and regeneration in tissue culture. In: Genetic Engineering. Application to agriculture. Beltsville Symposia in Agricultural Research (L.D. Owens, ed.).1983; 285-303 p. Rowman and Allanheld, Publishers). Organogenesis involves the formation of monopolar structures that establish a vascular connection with the tissue from which they derive; their origin is multicellular. Normally, stems and roots are formed independently and are characterized by the lack of union between vascular elements of both structures (1515. Segura J. Morfogénesis in vitro. En: Fisiología y Bioquímica Vegetal (J. Azcón-Bieto, M. Talón, eds) .1993; 381-392 p. Interamericana-McGraw Hill, Madrid.).

Organogenesis involves the regeneration of shoots directly from meristematic cells or from tissues close to them. Shoots can arise from explant tissues with or without the callus phase. Moreover, it is less genotype-dependent compared to somatic embryogenesis, as each plant has axillary meristems capable of regeneration. However, the response is different among cultivars, which depends on the vigor, level of growth of explants in vitro and sensitivity to the components of the culture medium (1616. Olhoft P.M., Somers D.A. Soybean. En: EC Pua, M.R. Davey (Eds.) Biotechnology in Agriculture and Forestry. 2007; 61. Transgenic Crops VI. Springer-Verlag, Berlin Heidelberg.).

In this sense, and during plant regeneration via organogenesis in three cotton cultivars of Gossypium hirsutum, and using apices as initial explant, the highest range of shoot elongation was observed with 11.1 µM 6-benzylaminopurine (6-BAP) and 0.1 % (w/v) activated carbon, as well as an increase in growth in the presence of Kinetin (kin). In addition, high rooting efficiency was obtained with 0.98 µM Indolbutyric acid (IBA) and activated charcoal (1717. Gonzalez A.J. Evaluación in vitro de materiales de algodón Gossypium hirsutum L. en relación a la capacidad de regeneración y respuesta a estrés abiótico. Análisis de variedades comerciales de INTA, líneas avanzadas. Tesis para obtener el grado de Magister en Genética Vegetal, presentada en la Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad Nacional de Rosario, 2015; 193 p.).

Somatic embryogenesis

Somatic embryogenesis is a biotechnological technique that makes it possible to obtain embryos from plant somatic cells without the union of gametes. This technique and plant tissue culture, in general, are based on the principle of cell totipotency (1818. Radice S. Morfogénesis. En: Levitus G, Echenique V, Rubinstein C, Hopp E, Mroginski L, eds. Biotecnología y Mejoramiento Vegetal II. Buenos Aires: INTA; 2010; 26–33 p.), which consists in the fact that all plant cells have the capacity to regenerate complete plants.

There are two types of somatic embryogenesis: direct and indirect. The direct route involves the formation of embryos directly from a segment of the explant without prior callus formation. The indirect pathway occurs through an intermediate stage of callus formation (1919. Bedoya C, Ríos A. Inducción de la embriogénesis somática en Crinum x powellii “album” (Amaryllidaceae) [Tesis de pregrado]. Pereira: Universidad Tecnológica de Pereira; 2010.) and is observed more frequently than direct somatic embryogenesis (2020. George EF, Hall MA, De Klerk GJ. Plant propagation by tissue culture. 3^rd ed. Vol. 1. Dordrecht: Springer; 2008.). In both cases, for monocotyledonous plants, somatic embryos pass through stages similar to those observed in a zygotic embryo: globular, heart-shaped, torpedo, cotyledon and mature embryo (2121. Kamle M, Bajpai A, Chandra R, Kalim S, Kumar R. Somatic embryogenesis for crop improvement. GERF Bull Biosci. 2011; 2(1):54–59 p.).

In 1979, the first studies on somatic embryogenesis in Gossypium koltzchianum were reported, but without obtaining complete plants (2222. Price HJ and Smith RH. Somatic embryogenesis in suspension cultures of Gossypium klotzschiaanum Anderss. Planta. 1979; 145: 305-307.). Subsequently, and since the first half of the 1980s, some methods of plant regeneration by this route have been developed in Gossypium spp. in this sense, for the species G. hirsutum L. cv. Coker, plant regeneration by somatic embryogenesis was described for the first time in 1983 (2323. Davidonis GH and Hamilton RH. Plant regeneration from callus tissue of Gossypium hirsutum L. Plant Sci. Lett. 1983; 32: 89-93.). Since then, significant progress has been made in the use of this regeneration pathway in cotton tissue culture (2424. Méndez-Natera JR, Rondón A, Hernández J, Merazo-Pinto JF. Genetic studies in upland cotton (Gossypium hirsutum L.) I. heterotic effects, Pak. J. Bot. 2007; 39(2): 385-395). Similar to other cultures, the phases of induction and formation, proliferation, maturation, germination and conversion of somatic embryos are very well defined (2525. Chitra Devi B, Narmathabai V. Somatic embryogenesis in the medicinal legume Desmodium motorium (Houtt.) Merr. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 2011;106: 409-418.).

The induction of the process consists of the pattern termination of the expression of genes present in the explant tissue; and it is replaced by an expression program of the gene or genes in the cells of the cultured tissue, which can give rise to somatic embryos (2626. Quiroz FR, Rojas R, Galaz RM, Loyola VM. Embryo production through somatic embryogenesis can be used to study cell differentiation in plants. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2006; 86: 285-301.). These cells depend on different factors to achieve a high frequency of callus formation, among them, the genotype, the type of donor plant, the age or developmental stage of the explant, the in vitro environment that includes the composition of the culture medium and the physical conditions (light, temperature, relative humidity) (2727. Bian FH, Qu FN, Zheng CX, You CR, Gong XQ. Recent advances in Cyclamen persicum Mill. Somatic embryogenesis. Northern Horticult. 2007; 8:70-72.). There are also references on the influence of the type of explant in the formation of callus, whether leaves, petioles, roots, seeds, cotyledons, meristems, zygotic embryos, among others (2828. Rodríguez Beraud MM, Latsague MI, Chacón MA, Astorga PK. Inducción in vitro de callogénesis y organogénesis indirecta a partir de explantes de cotiledón, hipocótilo y hoja en Ugni molinae. Bosque, 2014; 35(1): 111-118. DOI: http://doi.org/10.4067/S0717-92002014000100011).

Factors influencing the development of somatic embryogenesis in cotton

Oxidation of phenolic compounds

One of the factors that frequently affects the isolation of explants in in vitro culture is the oxidation of phenolic compounds released by damaged cells during the process of dissection of the explant source organs. Some practices to counteract this effect include the use of antioxidant substances such as ascorbic acid, citric acid, cysteine, activated charcoal, among others, or mixtures of some of these compounds (3737. Azofeifa A. Problemas de oxidación y oscurecimiento de explantes cultivados in vitro. Agronomía Mesoamericana. 2009; 20(1): 153-175. issn: 1021-7444).

Ascorbic acid is one of the most widely used antioxidants in plant tissue culture, it acts as a redox buffer in plants and has an important role in their metabolism. This acid is a cofactor of enzymes and is involved in several physiological processes in plants, including cell division, cell wall metabolism and cell expansion, apical meristem formation, root development, photosynthesis, regulation of flowering and leaf senescence (3838. Mora ME, Peralta J, López HA, García R, González JG. Efecto del ácido ascórbico sobre crecimiento, pigmentos fotosintéticos y actividad peroxidasa en plantas de crisantemo Revista Chapingo Serie Horticultura. 2011; XVII (2): 73-81.).

In the national and international scientific literature, there are few references to the use of antioxidants to control the oxidation of phenolic compounds in cotton cultivation. The authors of a study carried out on the cotton cultivar 'MSI' observed that, during the formation of callus with embryogenic structures, these compounds were formed; this was controlled with the addition to the culture medium of 60 mg L^-1 of ascorbic acid. The addition of this antioxidant to the medium, in the presence of 2,4-dichlorophenoxyacetic acid (2,4-D), contributed to the formation of a greater number of total callus and embryogenic callus (3333. Nedd LL, González ME, Martínez SJ. Efecto del 2,4-d y ácido ascórbico en la formación de callos embriogénicos en Gossypium barbadense L. cultivar ‘MSI’. Biotecnología Vegetal, 2022:).

Culture medium

The culture medium composed of Murashige-Skoog (MS) salts (3939. Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol Plant. 1962; 15:473–497.) is the most commonly used medium for somatic embryogenesis in dicotyledonous species (4040. Sharry S, Adema A, Abedini W. Plantas de probeta: Manual para la propagación de plantas por cultivo de tejidos in vitro. Editorial de la Universidad de La Plata, Argentina. 2015; 234 p. ISBN 978-950-34-1254-1). In general, and particularly in cotton, several modifications have been made to this culture medium for plant regeneration by this morphogenetic route. In this sense, the MS medium has been modified with the addition of Gamborg B5 vitamins. Evidence of the above are the favorable results during callus formation, using MS culture medium, in different cultivars of Gossypium spp. (4141. Rao AQ, Hussain SS, Shahzad MS, Bokhari SYA, Raza MH, Rakha A. Somatic embryogenesis in wild relatives of cotton (Gossypium spp.). J Zhejiang Univ-SCI B. 2006; 7(4):291–298.). Also, callus formation has been successfully achieved in this genus when using MSB culture medium (MS salts plus Gamborg B5 vitamins) (4040. Sharry S, Adema A, Abedini W. Plantas de probeta: Manual para la propagación de plantas por cultivo de tejidos in vitro. Editorial de la Universidad de La Plata, Argentina. 2015; 234 p. ISBN 978-950-34-1254-1-4343. Han G, Wang X, Zhang G, Ma Z. Somatic embryogenesis and plant regeneration of recalcitrant cottons (Gossypium hirsutum). Afr J Biotechnol. 2009; 8(3):432– 437.).

Growth Regulators

Plant growth regulators are compounds that have a regulatory rather than a nutritional role in the growth and development of plant tissues. In the callus formation process, the growth regulator used plays a fundamental role (4444. von Arnold S, Sabala I, Bozhkov P, Dyachok J, Filonova L. Developmental pathways of somatic embryogenesis. Plant Cell Tiss Organ Cult. 2002; 69: 233-249.). 2,4-D is one of the most commonly used in tissue culture for these purposes (4545. Yumbla M, Ferreira AC, Marques MV, Rocha DI, Silva D, Dias A, Barbosa LG, Campos Otoni W. Somatic embryogenesis and de novo shoot organogenesis can be alternatively induced by reactivating pericycle cells in Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners) root explants. Available from: In Vitro Cell Dev Biol – Plant. 2017, 50:738–745. DOI http://doi.org/10.1007/s11627-017-9800-2). The regeneration potential is also influenced by the presence of the regulatory compounds in the culture medium. For this reason, various types and concentrations of growth regulators are used in protocols for plant regeneration.

With respect to cotton, there are different criteria on the concentration of 2,4-D to be used in the callus formation process. This auxin has been very useful for the induction of callus with embryogenic structures, from leaves and cotyledons, in G. arboreum cultivars 'BD-l' and 'BD-6', as well as in G. hirsutum cultivars 'SH-131' and 'LH-900' (4646. Khan T, Singh AK, Pant R. Regeneration via somatic embryogenesis and organogenesis in different cultivars of cotton (Gossypium spp.). In Vitro Cell Dev Biol-Plant. 2006; 42:498–501.). In these cultivars, 2,4-D was also found to be effective in inducing callus from explants of different provenance (4747. Zouzou M, Kouakou TH, Koné M, Georges AN, Justin KY. Effect of genotype, explants, growth regulators and sugars on callus induction in cotton (Gossypium hirsutum L.). Aust J Crop Sci. 2008; 2(1):1–9).

The combination of auxins and cytokinins, in cotton cultivation, stimulates the formation of callus with embryogenic structures, thus, for example, it has been pointed out that the incorporation of 2,4-D and kinetin in the culture medium induces the development and proliferation of somatic embryos. Some authors report that the formation of callus, with embryogenic structures, was achieved when using concentrations of 9.04 µM of 2,4-D combined with 0.46 µM of kin. Similarly, callus formation has been reported in cultivars of this genus with the addition of only 4.52 µM 2,4-D and 2.32 µM kin to the medium (4141. Rao AQ, Hussain SS, Shahzad MS, Bokhari SYA, Raza MH, Rakha A. Somatic embryogenesis in wild relatives of cotton (Gossypium spp.). J Zhejiang Univ-SCI B. 2006; 7(4):291–298.,4242. Rajeswari S, Muthuramu S, Chandirakala R, Thiruvengadam V, Raveendran T. Callus induction, somatic embryogenesis and plant regeneration in cotton (Gossypium hirsutum L.). Electronic Journal of Plant Breeding. 2010;1(4):1186–1190,4747. Zouzou M, Kouakou TH, Koné M, Georges AN, Justin KY. Effect of genotype, explants, growth regulators and sugars on callus induction in cotton (Gossypium hirsutum L.). Aust J Crop Sci. 2008; 2(1):1–9). Induction of somatic embryos has been obtained by transferring embryogenic callus to growth regulator-free culture medium and subsequent subculture on MS medium enriched with 1.9 g L^-1 KNO₃ (4242. Rajeswari S, Muthuramu S, Chandirakala R, Thiruvengadam V, Raveendran T. Callus induction, somatic embryogenesis and plant regeneration in cotton (Gossypium hirsutum L.). Electronic Journal of Plant Breeding. 2010;1(4):1186–1190).

There are references on obtaining friable and green callus in Gossypium klotzschianum, from hypocotyls cultivated in medium with 0.9 µM 2,4-D and 2.32 µM kin (4848. Sun Y, Zhang X, Jin S, Liang S, Nie Y. Somatic embryogenesis and plant regeneration in wild cotton (Gossypium klotzschianum). Plant Cell Tiss Org. 2003; 75:247–253.). Likewise, embryo development and proliferation have been achieved with 0.045 µM 2,4-D; 0.93 µM kin and 2.46 µM AIB. On the other hand, embryo differentiation has also been achieved in liquid medium with 0.226 µM 2,4-D and 0.93 µM kin, observing the different stages of the somatic embryo: globular, heart, torpedo and mature cotyledonary embryo (4848. Sun Y, Zhang X, Jin S, Liang S, Nie Y. Somatic embryogenesis and plant regeneration in wild cotton (Gossypium klotzschianum). Plant Cell Tiss Org. 2003; 75:247–253.).

In this sense, a protocol was developed for somatic embryogenesis and plant regeneration of five recalcitrant cultivars of cotton (G. hirsutum), allowing to expand the range of genotypes manipulated in vitro for genetic breeding, and the greatest formation of somatic embryos was achieved by combining AIB (0.49 µM), kin (0.46 µM) and 2,4-D (0.45 µM) (4949. Han G, Wang X, Zhang G, Ma Z. Somatic embryogenesis and plant regeneration of recalcitrant cottons (Gossypium hirsutum). Afr J Biotechnol. 2009; 8(3):432– 437.).

In other protocols developed for the regeneration of cotton plants of G. hirsutum and G. barbadense species, in the presence of 10.74 µM 2,4-D and 4.64 µM kin, callus with pre-embryogenic structures were formed (5050. Upland (Gossypium hirsutum L.) and Pima (Gossypium barbadense L.) cottons. Crop Sci. 2001; 41:1235–1240.). The authors observed the formation of friable callus, with small cells and very dense cytoplasm, when transferred to maturation culture medium. Also, high percentages of callus formation have been achieved in G. hirsutum with 5.37 µM naphthalene acetic acid (NAA) in combination with 0.46 µM Kin or 0.44 µM 6-BAP, callus formed with the addition of kinetin were characterized by compactness and the presence of a large number of roots (5151. Abdellatef E, Khalafallah M. Influence of growth regulators on callus induction from hypocotyls of medium staple cotton (Gossypium hirsutum L.) Cultivar barac B-67. J. Soil Nature. 2008; 2(1):17–22.).

These plant growth regulators have been very useful for callus induction in cotton from cotyledons of G. arboreum cultivars 'BD-l' and 'BD-6', as well as G. hirsutums cultivars 'SH-131' and 'LH-900', achieving callus formation with concentrations of 9.04 µM 2,4-D combined with 0.464 µM kin (4646. Khan T, Singh AK, Pant R. Regeneration via somatic embryogenesis and organogenesis in different cultivars of cotton (Gossypium spp.). In Vitro Cell Dev Biol-Plant. 2006; 42:498–501.).

Other authors highlight callus formation when using two combinations of growth regulators: 0.90 µM of 2,4-D + 0.89 µM of 6-BAP and 4.92 µM of 2,4-D + 0.89 µM of 6-BAP, under dark and light conditions, obtaining the highest callus proliferation in the presence of light and with a higher concentration of 2,4-D, in the presence of 6-BAP (5252. Hirimburegama K, Ga~mage N. In vitro callus and cell cultures of Gossypium hirsutum L. (cotton). J Natn Sci Coun Sri Lanka. 1994; 22(4):305–312.). On the other hand, the formation of a granular, partially friable and light brown callus was obtained in the presence of 2-isopentyladenine (2iP) and 2,4-D; it was observed that, as the concentrations of these regulators increased, the callus presented a dark brown color and necrotic portions (5353. González-Benito M, Carvalho J, Pérez C. Somatic embryogenesis of an early cotton cultivar. Pesq agropec bras. 1997; 32(5):485–488).

Some authors have reported 0.45 µM 2,4-D as the most effective concentration for embryogenic callus formation in cotton (44. Martínez SJ, Rafael Gómez- Kosky R, Saucedo O. El sorgo: su cultivo y mejora en Cuba. Editorial Académica Española. 2014; 100 p. ISBN: 978-3-8473-6942-4.). In G. barbadense “native cotton”, the highest induction of embryogenic callus (82.5 %) was obtained with 0.45 µM 2,4-D and 100 mL L^-1 of coconut water (33. Teruya MS. Evaluación de fitorreguladores del crecimiento en la inducción de callo embriogénico en Gossypium barbadense L. 1753 “algodón nativo” color pardo. Tesis para optar el Título Profesional de Licenciada en Biología. Facultad de Ciencias Biológicas, Escuela Profesional De Biología, Universidad Ricardo PALMA, Lima, Perú. 201; 69 p.). Other authors found with 11.31 and 13.58 µM of 2,4-D and the addition of 60 mg L^-1 of ascorbic acid the highest percentages of total callus formation and with embryogenic appearance, with 88.05 and 83.50 %, respectively (3535. Maura Isabel Díaz MI, Rodas JM, Luis Roberto González LR, Vera M. Establecimiento in vitro de segmentos nodales de Handroanthus heptaphyllus de flores blancas. Biotecnología Vegetal. 2020; 20(3): 203 – 210. SSN 2074-8647, RNPS: 2154). These callus were characterized by being compact, bright yellow, very dense, compatible with isodiametric cells. The results show that 2,4-D is necessary for callus formation, at least for the explants mentioned above, because in the culture medium without this growth regulator, callogenesis cannot be induced (3333. Nedd LL, González ME, Martínez SJ. Efecto del 2,4-d y ácido ascórbico en la formación de callos embriogénicos en Gossypium barbadense L. cultivar ‘MSI’. Biotecnología Vegetal, 2022:).

Growing condition

Light is one of the environmental factors necessary in the processes of photosynthesis and photomorphogenesis, which are facilitated by pigments present in the tissues that absorb radiation of certain wavelengths (33. Teruya MS. Evaluación de fitorreguladores del crecimiento en la inducción de callo embriogénico en Gossypium barbadense L. 1753 “algodón nativo” color pardo. Tesis para optar el Título Profesional de Licenciada en Biología. Facultad de Ciencias Biológicas, Escuela Profesional De Biología, Universidad Ricardo PALMA, Lima, Perú. 201; 69 p.). Photosynthesis carried out in most plant tissues grown in vitro is relatively low, so the cultures depend on an external source of sucrose. In these circumstances, light is important for its effect on photomorphogenesis, because it induces the rapid change in gene expression that leads to the normal pattern of development (2020. George EF, Hall MA, De Klerk GJ. Plant propagation by tissue culture. 3^rd ed. Vol. 1. Dordrecht: Springer; 2008.).

In Gossypium spp. embryogenic callus formation and induction have been achieved under both continuous dark and photoperiod conditions, the latter being the most common. For example, in some investigations on this crop, callus formation and proliferation was initiated with 16 h light/8 h dark photoperiod (33. Teruya MS. Evaluación de fitorreguladores del crecimiento en la inducción de callo embriogénico en Gossypium barbadense L. 1753 “algodón nativo” color pardo. Tesis para optar el Título Profesional de Licenciada en Biología. Facultad de Ciencias Biológicas, Escuela Profesional De Biología, Universidad Ricardo PALMA, Lima, Perú. 201; 69 p.,5555. Ghaemi M, Majd A, Fallahian F, Bezdi G. Comparison of callus induction and somatic embryogenesis of some Iranian cottons (Gossypium Spp.) with Coker 312 and histology of somatic embryogenesis. African Journal of Biotechnology. 2013; 10(15):2915–2922.,5656. Surgun Y, Yilmaz E, Çöl B, Bürün B. Callus induction, In vitro shoot development and somaclonal variations in cotton (Gossypium hirsutum L.). J Appl Biol Sci. 2014; 8(2):62–68.), while in others it has been achieved in continuous darkness (5757. Sanghera GS, Gill MS, Sandhu JS, Gosal SS. Effects of genotype, plant growth regulators and explant source on callus induction in cotton (Gossypium hirsutum L.). Asian Australas J Plant Sci Biotechnol. 2009; 3:37–42.).

Undefined organic supplements

Organic substances of undefined chemical nature are used in the callus formation of different plant species. Among the organic substances are coconut water, hydrolyzed casein and yeast extract. Coconut water is the liquid endosperm of the coconut fruit, and its components include amino acids, organic acids, nucleic acids, purines, sugars, polyols, vitamins, minerals and growth regulators, the concentrations of which can vary (2020. George EF, Hall MA, De Klerk GJ. Plant propagation by tissue culture. 3^rd ed. Vol. 1. Dordrecht: Springer; 2008.).

Some authors have evaluated the use of coconut water in callus induction, in combination or absence of other supplements. For example, callus was obtained from ovules of Gossypium hirsutum and G. barbadense, using MS medium enriched with 100 - 120 mL of coconut water, 1 g L^-1 of hydrolyzed casein, 1 g L^-1 of yeast extract and different concentrations of growth phyto-regulators (5858. Efe L. Callus formation and plant regeneration from two cotton species (Gossypium hirsutum L. and G. barbadense L.). Pak J Bot. 2005; 37(2):227–236.).

The highest proliferation of friable callus (82.5 %) was found in Gossypium barbadense L. “native cotton” brown color, from explants obtained from seed plant segments germinated in vitro and grown in MS medium enriched with 0.1 mg L^-1 of 2,4-D and 100 mL L^-1 of coconut water and incubated under a photoperiod of 16 h light/ 8 h dark (33. Teruya MS. Evaluación de fitorreguladores del crecimiento en la inducción de callo embriogénico en Gossypium barbadense L. 1753 “algodón nativo” color pardo. Tesis para optar el Título Profesional de Licenciada en Biología. Facultad de Ciencias Biológicas, Escuela Profesional De Biología, Universidad Ricardo PALMA, Lima, Perú. 201; 69 p.).

In vitro regeneration of cotton plants is difficult because, among other things, the morphogenetic response is genotype dependent. Somatic embryogenesis is the most commonly used method, because the regenerated plants are of unicellular origin and there is no vascular connection between the somatic embryo and the maternal tissue (1717. Gonzalez A.J. Evaluación in vitro de materiales de algodón Gossypium hirsutum L. en relación a la capacidad de regeneración y respuesta a estrés abiótico. Análisis de variedades comerciales de INTA, líneas avanzadas. Tesis para obtener el grado de Magister en Genética Vegetal, presentada en la Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad Nacional de Rosario, 2015; 193 p.).

Genetic transformation methods

Different methods have been developed to introduce foreign genes into plants. A common characteristic is that the transforming deoxyribonucleic acid (transforming DNA) has to overcome different barriers; first, it has to enter the plant cell, crossing the cell wall and the plasma membrane; subsequently, it has to reach the nucleus and integrate into the resident chromosomes. For most species, gene transfer is carried out using explants that are competent for regeneration, thus facilitating the procurement of complete fertile plants. This involves the use of tissue culture technology. Although gene transfer technology has become routine in several species, in others the limiting step is not transformation per se, but the absence of efficient regeneration protocols (5959. Martínez P, Cabrera JL, Herrera L. Las plantas transgénicas: una visión integral. Genosis [online]. 2004, 2:28 p.). Transformation methods can be divided into two main categories: direct and indirect transformations, which are detailed in the following sections (6060. Rao AQ, Ali MA, Khan MAU, Bajwa KS, Iqbal A, Iqbal T, Shahid AA, Nasir IA and Husnain T. Science Behind Cotton Transformation. Chapter from the book Cotton Research, Editado por: INTECH, 2016; 209-229. Downloaded from: http://www.intechopen.com/books/cotton-resear).

Commonly used processing techniques in cotton

Among the most commonly used transformation techniques in cotton cultivation are Agrobacterium-mediated transformation and biobalistic transformation.

Genetic breeding of cotton through genetic transformation

Genetic engineering emerged in 1973 and the first transgenic plant was developed in 1983. All the knowledge emanated through the history of the green revolution, based on biotechnology, soon led to the modern biotechnology revolution prevailing in the development of plants of agricultural crops of interest, generating new varieties carrying certain genes; even those that do not even belong to plants, but to organisms from another kingdom. In 1996, the first commercial transgenic cotton line was developed: Bollgardi^® cotton, to which the Cry1ac gene was transferred from the bacterium Bacillus thuringiensis; this gene gives the cotton plant resistance to attack by insects of the lepidopteran order, since it expresses a protein that is toxic to these insects, causing their death (8888. Veluthambi K, Krishnan M, Gould JH, Smith RH, Gelvin SB. Opines stimulate induction of the vir-genes of the Agrobacterium tumefaciens Ti plasmid. J Bateriol. 1989; 171(7):3696-3703.).

In 1997, cotton resistant to glyphosate herbicide appeared, since the cp4-epsps gene was transferred to the cells of the cotton plant, coming from the Agrobacterium spp. bacterium, strain cp4, which expresses a key enzyme in the synthesis of aromatic amino acids that plants, bacteria and some fungi possess. This enzyme destroys the active ingredient of glyphosate (N-phosphonomethyl-glycine); however, the EPSPS enzyme of the isolated bacterium is resistant to glyphosate, so the plant is not damaged.

In 2000, a transgenic cotton line resistant to the herbicide glufosinate ammonium was obtained, to which the pat gene, isolated from the Streptomyces viridochromogenes bacterium, was transferred; this gene expresses an enzyme that transforms the active ingredient of the herbicide into a non-toxic substance. Subsequently, in 2002, transgenic cotton seeds were developed and commercialized with dual technology, resistant to lepidopteran insects, due to the cry1Ac gene, and tolerant to the herbicide glyphosate, thanks to the cp4-epsps gene (8989. Rugini E, Mariotti D. Agrobacterium Rhizogenes T-DNA genes and rooting in woody species. Acta Horticulturae. 1999; 300: 301-308.).

The lack of knowledge about the safety and behavior of transgenic plants soon led to the collapse of the biotechnology transferred to cotton, so that insects of the lepidopteran order resistant to the toxic protein expressed by the Cry1ac gene appeared; therefore, in 2003, Bollgardi^® cotton emerged, which is a variant of Bollgardi^®. In addition to expressing the Cry1ac gene, to which some insects had already developed resistance, the Cry1ab gene, also isolated from the bacterium Bacillus thuringiensis (Bt), was transferred to it, in order to confront the insects with a new toxin, so that there should be no resistance. Along with this new technology came a campaign for the implementation of refuges, in order to prevent the emergence of tolerant insects, as had happened in the past intolerant insects, as happened with Bollgardi^® cotton (9090. Sanford JC. The biolistic process. Trends Biotechnol. 1988, 6: 299-302.).

In 2006, a dual technology transgenic cotton was commercialized, resistant to lepidopteran insects based on Bollgardi^® technology and also tolerant to glyphosate herbicide, known as Bt-rr cotton, where Bt (Bacillus thuringiensis) refers to the genes that make it resistant to insects (Cry1ac and Cry2ab), and rr refers to its tolerance to glyphosate, specifically to the Roundup Ready^® brand (9090. Sanford JC. The biolistic process. Trends Biotechnol. 1988, 6: 299-302.).

Transgenic cotton has continued to undergo transformations, as there are transgenic varieties tolerant to herbicides other than glyphosate and with other properties. Currently, new knowledge and new technologies are being generated, so that in the coming years modifications will be made in various ways, some perhaps more precise, which will provide new solutions to the crop's problems.

The development of non-sexual methods for gene transfer, such as genetic transformation, makes it possible to overcome the limitations of traditional genetic breeding, opening up new perspectives in plant breeding (9191. Hansen G, Wright MS. Recent advances in the transformation of plants. Trends Plant Sci. 1999; 4: 226-231). Genetically modified cotton is the third most widely grown transgenic crop in the world. It currently occupies 70 % of the world's cotton area, with insect-resistant Bt varieties being the most widely cultivated. Among the countries that grow the most Bt cotton are China, India, Pakistan, South Africa and Burkina Faso, among others. In these countries, more than 15 million small farmers enjoy its economic, social and environmental benefits (9292. Kohli A, Leech M, Vain P, Laurie DA, Christou P. Transgene organization in rice engineered through direct DNA transfer supports a two fase integration mechanism mediated by the establishment of integration hot spots. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998; 95: 7203-7208.).

According to the International Cotton Advisory Committee - ICAC, world production amounted to 25.5 million in the 2021-2022 harvest, with a 12.4 % increase in demand (9393. Gutiérrez A, Santacruz F, Cabrera JL, Rodríguez B. Mejoramiento genético vegetal in vitro. e-Gnosis, [online]. 2003; 1: 4. www.e-gnosis.udg.mx/vol1/art4). Transgenic cotton occupied third place (14 %) of the crops produced by this method in the world, behind soybean (48 %) and corn (32 %). GM cotton currently in production and trade has been modified to be herbicide tolerant, insect resistant or a combination of both (9494. Reddy, MS, Dinkins RD, Collins GB. Gene silencing in transgenic soybean plants transformed via particle bombardment. Plant Cell Report. 2003; 21: 676-683.).

By using genes of interest, genetically modified cotton has made crops more economically and environmentally sustainable (1717. Gonzalez A.J. Evaluación in vitro de materiales de algodón Gossypium hirsutum L. en relación a la capacidad de regeneración y respuesta a estrés abiótico. Análisis de variedades comerciales de INTA, líneas avanzadas. Tesis para obtener el grado de Magister en Genética Vegetal, presentada en la Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad Nacional de Rosario, 2015; 193 p.). Bacillus thuringiensis is a very common bacterium found in the soil and can produce a protein, Cry d-endotoxin, which is toxic to larvae of certain insects, for example, moths such as cotton bollworms that attack this crop, and its action is specific to control these insects (9595. McCabe DE, Martinell BJ. Transformation of elite cotton cultivars via particle bombardment of meristems. Bio/Technology. 1993; 11:596-598.). Of the transgenics currently available for commercial production, two offer tolerance to herbicides and one is resistant to cotton bollworms, known as Bt cotton, because it expresses toxins from the bacterium Bacillus thuringiensis (9696. Maskin L, Turica M, Nakaya P, González A, Lewi DM. Técnicas aplicadas en la transgénesis en algodón (Gossipyum hirsutum L.). Trabajo presentado en el 1º Congreso Internacional de Algodón realizado el 27/10 en Presidencia Roque Sáenz Peña, Chaco. Argentina. 2018.).

There are cotton cultivars with insect resistance capacity, which is used to control the bollworm and pink bollworm; it also exerts some control over other bollworms such as the so-called soldier bollworm and false bollworm; it is also resistant to the herbicides glyphosate and glufosinate, being useful for the farmer to control weeds without affecting the plants of this crop (9595. McCabe DE, Martinell BJ. Transformation of elite cotton cultivars via particle bombardment of meristems. Bio/Technology. 1993; 11:596-598.).